Особенности диагностики туберкулёза слонов и обезьян
Али Найманов
В.М. Калмыков,
кандидат ветеринарных наук, старший научный сотрудник
лаборатории микобактериозов ФГБНУ ВИЭВ им. Я.Р.Коваленко
Москва, Российская Федерация.
А.Х. Найманов,
доктор ветеринарных наук, профессор, заведующий
лабораторией микобактериозов ФГБНУ ВИЭВ им. Я.Р.Коваленко
Москва, Российская Федерация.
М.С. Калмыкова,
кандидат ветеринарных наук, доцент кафедры радиобиологии и вирусологии
им. академиков А.Д. Белова и В.Н. Сюрина,
ФГБОУ ВО МГАВМиБ – МВА имени К. И. Скрябина
Москва, Российская Федерация.
Аннотация
В статье проанализированы данные зарубежной и отечественной научной литературы, а также результаты опубликованных ранее авторами статьи собственных исследований, связанных с диагностикой туберкулёза слонов и обезьян зоопарков и цирков.
Введение
Туберкулёз и в настоящее время является одной из широко распространённых, сложных инфекционных заболеваний человека и животных. Эта хроническая болезнь может протекать в скрытой форме, без клинических признаков, не влияя на продуктивность и жизнедеятельность животных. Против туберкулёза нет достаточно эффективных средств специфической профилактики и лечения. Резервуар инфекции так своеобразен и обширен, что мероприятия по борьбе с ней не могут ограничиться только одним видом, а должны охватывать всех домашних и диких животных, а также объекты внешней среды (А.Х. Найманов, М.И. Гулюкин, 2014).
Туберкулёз у диких животных вызывают M. bovis и M. tuberculosis, представляющие значительную опасность и для человека. Зоопарки и цирки являются одной из важнейших составляющих системы сохранения, восстановления редких и исчезающих видов диких животных. К взаимному заражению человека и животных туберкулёзом могут привести такие факторы, как концентрация разных видов на ограниченных площадях; содержание животных в вольерах, не имеющих барьерных стёкол между животными и посетителями; посещаемость этих учреждений больными туберкулёзом людьми, которые представляют значительную опасность для заражения животных возбудителем данного заболевания воздушно-капельным путём.
Инфицированные животные могут быть бактерионосителями, выделяя в окружающую среду большое количество возбудителя туберкулёза с мокротой, калом, мочой, молоком и различными экскретами. В зарубежной литературе описано множество случаев выявления туберкулёза среди зоопарковых популяций слонов и приматов, носорогов, у свободноживущих охотничьих копытных (олени, лоси, кабаны), экзотических хищников. Так, имеются сообщения о заражении популяции слонов в Северной Америке, описаны подтверждённые случаи посмертной диагностики туберкулёза у свободноживущих и зоопарковых морских львов и попугаев. Среди диких животных к туберкулёзу особенно чувствительны обезьяны (приматы) и слоны, среди птиц – попугаи (М.В. Альшинецкий, 2004, 2009; Г.И. Блохин, 2006).
Мероприятия по профилактике, диагностике и борьбе с туберкулёзом животных в Российской Федерации проводят в соответствии с санитарными и ветеринарными правилами «Профилактика и борьба с заразными болезнями, общими для человека и животных», утверждёнными Госкомсанэпиднадзором и Департаментом ветеринарии МСХ Российской Федерации 18 июня 1996 г., и «Наставлением по диагностике туберкулёза животных», утверждённым Департаментом ветеринарии МСХ Российской Федерации 18 ноября 2002 г.
В соответствии с этими нормативными документами, основным методом прижизненной диагностики туберкулёза у животных является внутрикожная туберкулиновая проба с ППД-туберкулином для млекопитающих, а в качестве дополнительных методов применяют или глазную, или пальпебральную, или внутривенную пробы с ППД-туберкулином для млекопитающих, симультанную пробу с ППД-туберкулином для млекопитающих и КАМ, симультанную пробу с ППД-туберкулином для млекопитающих и ППД-туберкулином для птиц.
Результаты этих прижизненных исследований носят ориентировочный характер, а окончательный диагноз ставят на основании патологоанатомических и лабораторных исследований на туберкулёз.
Кроме того, известно, что диагностические тесты, используемые при туберкулёзе сельскохозяйственных животных, не всегда обладают достаточной специфичностью, чувствительностью и эффективностью в отношении диких животных (М.В. Альшинецкий, 2004, 2009; Г.И. Блохин, 2006; A. Lecu, R. Ball, 2011).
В Российской Федерации на данный момент нет чётко разработанной системы диагностики и профилактики туберкулёза у содержащихся в неволе разных видов животных. Эта проблема дополнительно усугубляется высокой агрессивностью диких животных, сложностью обработки клеток, вольеров и других помещений, где они содержатся. Поэтому, ветеринарные специалисты, обслуживающие зоопарки и цирки, практически вынуждены руководствоваться рекомендациями, разработанными для сельскохозяйственных животных.
В соответствии с «Наставлением по диагностике туберкулёза животных» от 2002 г., в нашей стране для прижизненной диагностики туберкулёза слонов и обезьян используют внутрикожную пробу с ППД-туберкулином для млекопитающих. Слонам туберкулин вводят в подхвостовую складку, обезьянам – интрадермопальпебрально в верхнее веко.
В последние годы для диагностики туберкулёза диких животных стали использовать молекулярно-генетические методы (В.М. Калмыков, 2011, 2013; A. Michel et al., 2003).
Особенности диагностики туберкулёза слонов
Источником инфицирования слонов туберкулёзом, как правило, являются люди. Заражению туберкулёзом чаще подвергаются азиатские слоны, у африканских слонов заболевание регистрируют в единичных случаях. Эти различия, по-видимому, связаны с более тесным контактом азиатских слонов с людьми.
В некоторых странах Африки, а также в Индии слоны одомашнены и используются для сафари частными отелями и государственными национальными парками. Эксперты, обследовавшие всё поголовье слонов, установили, что каждый десятый контактирующий с туристами слон заражен туберкулезом. Причиной инфицирования этих слонов специалисты считают больных туберкулёзом туристов, паломников, посетителей зоопарков (G.A. Bradshaw, A.N. Schore, J.L. Brown et al., 2005).
В литературе описаны случаи возникновения туберкулёза среди слонов зоопарков Швеции, Германии. В США было установлено, что более 10% этих животных больны туберкулёзом. По опубликованным данным в журнале Emerging Infectious Diseases (AP, 2011), в 2009 году в штате Теннесси были обнаружены случаи заболевания туберкулезом среди сотрудников питомника для слонов. Причиной заражения восьми человек стал больной слон. При этом трое заболевших сотрудников администрации заповедника не контактировали с больным животным. По мнению специалистов надзорного ведомства, сотрудники администрации заразились туберкулёзом через систему вентиляции административного здания, находившегося вблизи вольера с больным слоном. В связи с этим, эпидемиологи отмечают необходимость разработки более эффективных методов диагностики заболевания у диких животных.
Туберкулёз у слонов не имеет специфических клинических признаков. У больных животных отсутствует аппетит, снижается масса тела, появляются признаки рассеянности, потери работоспособности, из хобота выделяется обильный экссудат, появляется повышенная жажда. Здоровый слон выпивает около 200 литров воды в день, тогда как больному требуется в три раза больше жидкости.
Патологоанатомические изменения чаще всего наблюдают в лёгких и лимфатических узлах грудной полости. Слоны с обширным вовлечением в туберкулёзный процесс обоих лёгких, как правило, погибают.
Известно, что проводить аллергическую внутрикожную пробу с туберкулином слонам не всегда представляется возможным. Слоны имеют очень толстую кожу, в которую практически невозможно вводить туберкулин внутрикожно. Некоторые слоны обладают высокой агрессивностью, что практически исключает возможность внутрикожного введения туберкулина из-за опасности травмирования обслуживающего персонала при этих исследованиях.
Кроме того, S.K. Mikota et al. (2006) установили, что внутрикожная туберкулиновая проба недостаточно эффективна при диагностике туберкулёза у слонов, т.к. её результаты не совпадают с результатами культурального исследования. Так, у животных, от которых была выделена культура микобактерий туберкулёза, отсутствовала аллергическая реакция на туберкулин. Поэтому авторы не рекомендуют использовать аллергическую диагностику для мониторинга туберкулёза у слонов.
В доступной литературе имеются сведения о возможности применения при диагностике туберкулёза слонов полимеразной цепной реакции (ПЦР) и иммуноферментного анализа (ИФА). Так, R.J. Montali et al. (2001) установили, что, несмотря на высокую чувствительность и специфичность, метод ИФА не может быть использован в качестве единственного диагностического теста при туберкулёзе слонов, т.к. в их организме антитела к микобактериям туберкулёза в диагностическом титре вырабатываются от нескольких недель до нескольких месяцев после инфицирования, что зависит от возраста животного, состояния иммунного статуса, характера питания и многих других факторов.
M. Payeur, J. Jarnagin, J. Marquardt (2002) сообщают, что в США для получения более полной информации о результатах мониторинга благополучия слонов по туберкулёзу с 1990-х годов используют ПЦР. Особенно широко этот метод применяют при исследовании респираторного секрета, получаемого при промывании хобота у слонов.
В США в 2008 г. было разработано «Руководство по борьбе с туберкулёзом слонов», в соответствии с которым при проведении мониторинга туберкулёза от слонов отбирают носовые смывы из хобота. Особенность этой процедуры заключается в том, что необходимо отобрать носовые смывы из хобота трижды в течение 7 дней.
Больных слонов изолируют и лечат с использованием противотуберкулёзных препаратов (изониазид, пиразинамид, рифампин, этамбутол и др.) путём ректального или орального введения по определённым схемам в течение длительного времени под постоянным контролем состояния животных.
Учитывая мировой опыт диагностики туберкулёза слонов, содержащихся в неволе, мы для ПЦР-исследования отобрали пробы смывов из хобота и фекалий от слонов (трёхкратно в течение 10 дней с интервалом 3 дня), содержащихся в зоопарке и цирке города Москвы. Кроме того, из вольеров были исследованы ПЦР-методом пробы воды из поилок и смывы со стен и пола (В.М. Калмыков, 2013).
Полученные нами отрицательные результаты ПЦР-исследований фекалий и смывов из хобота слонов указывают на благополучие по туберкулёзу исследованных животных.
Особенности диагностики туберкулёза обезьян
Начиная с 20-30-х годов прошлого века, в зоопарках всего мира стали регистрировать туберкулёз у обезьян. P.N. Brusasca, R.L. Peters et al. (2003) считают туберкулёз наиболее опасной и распространённой инфекционной болезнью приматов. Введение в зоопарковую практику стеклянных барьеров, разделивших публику и животных, значительно уменьшило число заболеваний у обезьян (Р.Я. Гильмутдинов, А.В. Иванов, А.Н. Панин, 2010).
Заражение особей происходит в основном аэрогенно, реже энтерально, а также при косвенном контакте с инфицированными животными в клетке. На заболеваемость туберкулёзом влияет вид обезьян: реже туберкулёз встречается у видов, происходящих из Африки и Южной Америки, чаще из других географических зон (M. Martino et al., 2007).
У обезьян заболевание развивается достаточно быстро, клинические признаки чаще всего отсутствуют, на вскрытии обнаруживают поражение большинства внутренних органов. Первый симптом – небольшие изменения в поведении. Животное становится вялым, отказывается лазить по стенкам клетки, сидит на полу, затем ложится в углу клетки и отказывается от корма, появляется кашель. Иногда возникает диарея, язвы кожных покровов, происходит увеличение лимфатических узлов, селезенки и печени. Рентген легких обычно результата не дает. Завершается заболевание гибелью. При вскрытии на поверхности пораженного органа наблюдают узелки размером от булавочной головки до нескольких миллиметров в диаметре, цветом от желтовато-белого до серого. В случаях, когда болезнь прогрессирует, узелки наполняются казеозным веществом и впоследствии могут разорваться и образовать полости.
Часто у приматов регистрируют кожный туберкулёз, при этом гнойные раны с локализованным очагом первоначально должны рассматриваться как туберкулёзное поражение, пока не будет доказано обратное. У обезьян встречается также туберкулёз спинного мозга (или болезнь Потта), что следует иметь в виду, если у животного по неизвестной причине возникнет паралич задних конечностей (R.J. Montali et al., 2001).
Своевременная и точная диагностика туберкулёза обезьян имеет решающее значение. Для прижизненной диагностики заболевания наиболее часто используется внутрикожная туберкулиновая проба. Однако большинство нечеловекообразных обезьян практически не реагируют на туберкулин. Исключением являются орангутаны, имеющие повышенную чувствительность к туберкулину, вследствие чего у них возникают неспецифические реакции (P.N. Brusasca et al., 2003; M.L. Panarella, R.S. Bimes, 2010). Животные с генерализованной формой туберкулёза, как правило, не реагируют на туберкулин, что приводит к ложноотрицательным результатам исследований. Ложноположительные результаты аллергических исследований обычно связывают с инфицированием особей нетуберкулёзными микобактериями. Установлено, что на достоверность результатов влияет и психоэмоциональное состояние обезьян. Так, по данным M.L. Panarella и R.S. Bimes (2010), при проведении аллергических исследований введение обезьянам любого седативного средства повышает достоверность исследования.
Для более точной постановки диагноза на туберкулёз обезьян используют культуральное исследование и полимеразную цепную реакцию (ПЦР) (M.L. Panarella, R.S. Bimes, 2010). Показана эффективность культурального исследования смывов из горла или промывных вод желудка обезьян. Однако не всегда представляется возможным отобрать этот вид материала. Многими исследователями отмечены коррелирующие результаты культурального и гистологического исследования с ПЦР. Достоверные результаты получены при исследовании методом ПЦР фекалий обезьян (P.L. Lin et al., 2008). Известно, что фекалии больных туберкулёзом животных как фактор передачи возбудителя играют большую роль в распространении заболевания. Так, больные животные проглатывают откашливаемую из лёгких мокроту, микобактерии туберкулёза примешиваются к содержимому желудочно-кишечного тракта и в дальнейшем выделяются в окружающую среду в виде фекальных масс. Поэтому, исследование кала, а также смывов с поверхностей различных объектов внешней среды и воды из поилок позволяет контролировать возможность заражения особей туберкулёзом.
Диагноз на данное заболевание обезьян подтверждается при выделении культуры или ДНК M. bovis или M. tuberculosis. Но получение отрицательных результатов этих исследований не исключает положительный диагноз. Для окончательного вердикта необходимо провести диагностический убой животного и патологоанатомическое и гистологическое исследование (P.L. Lin et al., 2008).
За рубежом применяют иммунологические методы для диагностики туберкулёза обезьян (P.N. Brusasca et al., 2003). M.L. Panarella, R.S. Bimes (2010) не рекомендуют иммуноферментный анализ для диагностики туберкулёза у обезьян, так как при использовании ИФА у ПЦР-позитивных животных, от которых была выделена культура М. bovis, получены ложноотрицательные результаты. Более того, по мнению P.N. Brusasca et al. (2003), при получении положительного результата ИФА не представляется возможным провести дифференциацию между инфицированными и неинфицированными животными.
Больных обезьян, как правило, уничтожают. Имеются сообщения об успешном лечении туберкулёза у приматов, однако лечение рекомендуется проводить только в случае большой ценности животных при строгой изоляции от здоровых особей.
В Московском зоопарке нами для исследования были взяты сборные пробы фекалий из вольеров с разными видами человекообразных (гориллы, орангутаны, гиббоны) и нечеловекообразных (макаки, кошачьи и красные лемуры, мартышки, колобусы, капуцины, саймири, мандарилы) обезьян. Кроме того, из вольеров были отобраны для исследования в ПЦР пробы воды из поилок и смывы со стен и пола.
В Московском цирке нами были отобраны пробы носовой слизи и фекалий от девяти обезьян. Предварительно эти животные были исследованы на туберкулёз внутрикожной пробой с ППД-туберкулином для млекопитающих. Туберкулин вводили интрадермопальпебрально в верхнее веко правого глаза. Учёт результатов проводили через 72 часа методом осмотра, пальпации и сравнения верхнего века правого и левого глаза. Реагирующих на туберкулин животных не выявили (В.М. Калмыков, 2011, 2013).
При проведении исследований нами отмечена сложность и трудоёмкость аллергического исследования обезьян интрадермопальпебральной пробой. Сам процесс исследования и особенно внутрикожное введение иглы в область верхнего века вызывают сильное беспокойство обезьян, поэтому требуется жёсткая фиксация головы и конечностей животного.
ПЦР-исследованием всех отобранных от обезьян проб, а также проб смывов со стен и полов вольеров, воды из поилок ДНК M. bovis и M. tuberculosis нами не выделены ни из одной пробы, что свидетельствует о благополучии по туберкулёзу исследованных животных (В.М. Калмыков, 2013).
Результаты аллергической пробы и ПЦР отрицательные и полностью коррелируют между собой.
Заключение
Нами подтверждена правомерность применения метода ПЦР в диагностике туберкулёза слонов и обезьян, содержащихся в неволе. Мы рекомендуем проводить мониторинг благополучия по туберкулёзу зоопарковых и цирковых животных ПЦР-исследованием проб носовой слизи и фекалий (обезьяны), смывов из хобота и фекалий (слоны), а также проб объектов внешней среды.
Литература
1 Альшинецкий, М.В. Диагностика туберкулёза зоопарковых животных / М.В. Альшинецкий // Ветеринарная патология. – 2004. – № 1-2. – С. 147-148.
2 Альшинецкий, М.В. Актуальные ветеринарные проблемы в зоопарках / Материалы Междунар. семинара. // Межвед.сб.научн. и научн.-метод.тр. – М.: Московский зоопарк, 2009. – С. 9-15.
3 Блохин, Г.И. Зоотехнические, зоогигиенические и ветеринарные аспекты зоокультуры / Г.И. Блохин //Ветеринарная патология. – 2006. – № 2. –С. 4-7.
4 Гильмутдинов, Р.Я. Инфекционные болезни экзотических и диких животных / Р.Я. Гильмутдинов, А.В. Иванов, А.Н. Панин // М.: «КОЛОС», 2010. – С. 1-6, 271-477.
5 Калмыков, В.М. Использование полимеразной цепной реакции в целях контроля благополучия по туберкулёзу зоопарковых животных / В.М. Калмыков // Ветеринарная медицина. – 2011. − № 3-4. – С. 48-50.
6 Калмыков, В.М. Использование полимеразной цепной реакции в целях мониторинга благополучия по микобактериальным инфекциям зоопарковых, цирковых и сельскохозяйственных животных /Автореф.дис…канд.вет.наук. – Щёлково, 2013. – 25 с.
7 Найманов, А.Х. Микобактериальные инфекции крупного рогатого скота (туберкулёз, паратуберклёз) / А.Х. Найманов, М.И. Гулюкин // М.: «Зооветкнига», 2014. – 235 с.
8 Наставление по диагностике туберкулёза животных: Утв.18.11. 02. – М., 2002. – 64 с.
9 Bradshaw, G.A. Elephant breakdown. Social trauma: early disruption of attachment can affect the physiology, behaviour and culture of animals and humans over generations / G.A. Bradshaw, A.N. Schore , J.L. Brown et al. // Nature, 2005. – Vol. 433. – P. 807.
10 Brusasca, P.N. Antigen Recognition by Serum Antibodies in Non-human Primates Experimentally Infected with Mycobacterium tuberculosis / P.N. Brusasca, R.L. Peters, S.L. Motzel, J.K. Hilton, M.-L. Gennaro // J. Comparative Medicine. 2003. – V. 53. – № 2. – Pp. 165-172.
11 Lecu, A. Mycobacterial infections in zoo animals: relevance, diagnosis and management / Lecu A., Ball R. // International Zoo Yearbook.-V.45.- 2011.-N1.- Pp.183-202.
12 Lin, P.L. Immunological concepts in tuberculosis diagnostics for non-human primates: a review / P.L. Lin, J.A. Yee, E. Klein, N.W. Lerche // J. Medical Primatology. – 2008. – V. 37. – № 1. – Pp. 44-51.
13 Martino, M. Tuberculosis (Mycobacterium tuberculosis) in a pregnant baboon (Papio cynocephalus) / M. Martino, G.B. Hubbard, N. Schlabritz-Loutsevitch // J. Medical Primatology. – 2007. – V.36. – № 2. – Pp. 108-112
14 Michel, A. Mycobacterium tuberculosis infections in eight species at the National Zoological gardens of South Africa, 1991-2001 / A. Michel, L. Venter, I. Espie, M. Coeizee // J. Zoo Wildlife Med. – 2003. – V.34. – № 4. – P. 364-370.
15 Mikota, S.K. Elephant tuberculosis diagnosis: implication for elephant management in Asian range countries / S.K. Mikota, M. Miller, G. Dumonceaux, K. Giri, K. Gairhe, K. Hamilton, S. Paudel, B.Vincent // Proceeding American Association of Zoo Veterinarians. – 2006. – Pp. 142-143.
16 Montali, R.J. Mycobacterium tuberculosis in zoo and wildlife species / R.J. Montali, S.K. Mikota, L.I. Cheng // Rev.sci.tech.Off int.Epiz. – 2001. – № 20(1). –Pp. 291-303.
17 Panarella, M.L.. A Naturally Occurring Outbreak of Tuberculosis in a Group of Imported Cynomolgus Monkeys (Macaca fascicularis) / M.L. Panarella, R.S. Bimes // The American Association for Laboratory Animal Science. – 2010. – V.49. – № 2. – Pp. 221-225.
18 Payeur, J. Mycobacterial isolation in captive elephants in the United States / M. Payeur, J. Jarnagin, J. Marquardt // Annals New York Academ. Sci. The Domestic animal/widelife interface: Issues for disease control, conservation, sustainable food production and emerging disease. – 2002. – V. 969. – Pp. 256-258.
